Astaxanthin được bổ sung vào khẩu phần ăn giúp làm tăng tỷ lệ sống, tăng trưởng và khả năng chống chịu stress oxy hòa tan ở mức thấp của tôm sú Nhật Bản
Các carotenoid tự nhiên từ tảo Haematococcus pluvialis (H) chứa astaxanthin và tảo Spirulina pacifica (S) không chứa astaxanthin và astaxanthin Carophyll Pink (A) tổng hợp đã được bổ sung vào khẩu phần ăn ở hai nồng độ 50 (I) và 100 (II) mg kg −1 , tạo ra bảy chế độ ăn có sắc tố HI, SI, AI, HII, SII, AII và HS (H-50 mg kg −1 +S-50 mg kg −1 ). Chế độ ăn theo công thức không bổ sung carotenoid được dùng làm đối chứng (C). Các chế độ ăn khác nhau được cho tôm Sú con Nhật Bản ăn trong 9 tuần. Tác dụng của carotenoid trong chế độ ăn đối với khả năng sống sót, tăng trưởng và sắc tố được so sánh bằng phương pháp điều trị riêng lẻ hoặc chung. Một thử nghiệm về mức độ oxy hòa tan thấp được tiến hành 2 tuần sau đó và thời gian sống cũng như tỷ lệ tiêu thụ oxy của tôm cũng được so sánh giữa các phương pháp điều trị. Sau 9 tuần nuôi, tôm được cho ăn đối chứng (C) có tỷ lệ sống thấp hơn đáng kể so với tôm được cho ăn thức ăn có sắc tố. Không có sự khác biệt về tăng trọng ở tất cả tôm. Tôm được nuôi bằng C có lượng astaxanthin (FA) thịt ít hơn 66,4% và astaxanthin (SA) vỏ ít hơn 75,5% so với tôm được cho ăn chế độ ăn có sắc tố. Tôm được cho ăn bằng I (AI, HI và SI) có FA ít hơn 31,1% và SA ít hơn 29,6% so với tôm được cho ăn bằng II (AII, HII, SII và HS). Không có sự khác biệt đáng kể nào được tìm thấy khi so sánh giữa các danh mục khác. Việc sử dụng ba nguồn carotenoid này để tạo sắc tố ở giáp xác đã được thảo luận cùng với quá trình chuyển đổi, lắng đọng, khả năng tiêu hóa và hấp thu carotenoid. Khi chịu áp lực oxy hòa tan thấp, tôm được nuôi bằng C có tỷ lệ tiêu thụ oxy (OCR) cao hơn và thời gian sống (ST) ngắn hơn so với tôm được cho ăn chế độ ăn có sắc tố. Không tìm thấy sự khác biệt về OCR hoặc ST khi so sánh giữa các danh mục khác.
1.Giới thiệu
Astaxanthin là caroten chiếm ưu thế trong penaeids (Ishikawa và cộng sự, 1966; Katayama và cộng sự, 1971, 1972; Okada và cộng sự, 1994). Vì động vật giáp xác không thể tổng hợp carotenoids de novo nên astaxanthin hoặc các tiền chất thích hợp phải được cung cấp trong chế độ ăn (Meyers và Latscha, 1997). Việc bổ sung astaxanthin trong khẩu phần ăn hoặc các tiền chất của nó đã cải thiện (Chien và Jeng, 1992; Liao và cộng sự, 1993) hoặc điều chỉnh (Mensaveta và cộng sự, 1993) màu sắc của tôm he, đặc biệt là những con nuôi thâm canh, để có giá thị trường tốt hơn (Liao và Chiến , 1994).
Một số nguồn nguyên liệu như nấm men Phaffia rhodozyma, tảo Dunaliella salina và tảo xanh lục Spirulina maxima, và hcarotene tổng hợp, canthaxanthin và astaxanthin đã được sử dụng để tạo sắc tố cho tôm (Yamada et al., 1990; Chien và Jeng, 1992; Mensaveta et al. cộng sự, 1993; NegreSadargues và cộng sự, 1993; Liao và cộng sự, 1993; Okada và cộng sự, 1994). Sự biến đổi hiệu quả của sắc tố từ các nguồn trên có thể là do loại, thành phần và nồng độ của các sắc tố chứa trong đó (Yamada và cộng sự, 1990; Howell và Matthews, 1991; Chien và Jeng, 1992; Menszveta và cộng sự, 1993; Petit và cộng sự, 1997), khả năng tiêu hóa của nguyên liệu (Chien và Jeng, 1992), và có thể có sự hiện diện của các đồng yếu tố trong nguyên liệu liên quan đến quá trình hấp thụ và lắng đọng (Shahidi và cộng sự, 1998). Tảo nước ngọt đơn bào màu xanh lá cây, Haematococcus pluvialis, một loại tảo có tiềm năng sản xuất astaxanthin (Czygan, 1968; Borowitzka và cộng sự, 1991; Boussiba và Vonshak, 1991; Grung và cộng sự, 1992), đã được chứng minh là có tác dụng tăng cường sắc tố của cá hồi vân. (Sommer và cộng sự, 1991; 1992; Choubert và Heinrich, 1993), cá tráp vàng (Gomes và cộng sự, 2002), và cá cảnh (Gouveia và cộng sự, 2003), nhưng chưa bao giờ được sử dụng trên giáp xác để tạo sắc tố.
Bên cạnh đặc tính sắc tố của carotenoid, sự chú ý ngày càng tăng đang hướng tới việc xác định chức năng sinh học của astaxanthin ở động vật thủy sinh (Meyers và Latscha, 1997). Sự cải thiện tỷ lệ sống ở tôm Sú Nhật Bản, Marsupenaeus japonicus (Chien và Jeng, 1992), và tôm sú, Penaeus monodon (Thongrod et al., 1995), bằng cách bổ sung astaxanthin trong khẩu phần ăn đã được báo cáo. Các nghiên cứu gần đây cho thấy rằng việc tăng cường khả năng chống lại stress suy giảm oxy (Chien và cộng sự, 1999), stress nhiễm mặn (Darachai và cộng sự, 1998; Mercchie và cộng sự, 1998; Chiến và cộng sự, 2003), stress nhiệt (Chiến và cộng sự, 2003). al., 2003), stress amoniac (Pan và cộng sự, 2003a), và stress bệnh lý (Pan và cộng sự, 2003b) ở hậu ấu trùng penaeid có liên quan đến sự gia tăng astaxanthin trong khẩu phần và cơ thể.
Do đó, nghiên cứu này được thiết kế để so sánh một cách có hệ thống các nguồn sắc tố khác nhau (tự nhiên [H. pluvialis và Spirulina pacifica] với sắc tố tổng hợp [Carophyll Pink, Roche]; astaxanthin [H. pluvialis và Carophyll Pink] so với chất không chứa astaxanthin [(S. pacifica)] và mức độ trong khẩu phần ăn, về tác động của chúng đối với astaxanthin trong cơ thể, tỷ lệ sống và sự phát triển của tôm Sú Nhật Bản. Những ảnh hưởng đến thời gian sống sót và tốc độ tiêu thụ oxy trong thí nghiệm áp lực oxy thấp cũng được đánh giá.
2.Vật liệu và phương pháp
2.1. Chế độ ăn thử nghiệm
Bảy khẩu phần thử nghiệm đã được xây dựng và bổ sung carotenoid từ 3 nguồn: tảo H. pluvialis (H) và S. pacifica (S) và astaxanthin tổng hợp Carophyll Pink (A); mỗi loại ở hai nồng độ carotenoid trong khẩu phần ăn: 50 (I) và 100 (II) mg/kg (Bảng 1). Một chế độ ăn kiêng theo công thức không bổ sung carotenoid được dùng làm đối chứng (C). Ngoại trừ sự khác biệt về nguồn và nồng độ carotenoid, các thành phần khác trong cả 8 chế độ ăn đều tương tự nhau (Bảng 1). Trong các thành phần gần giống thu được, hàm lượng lipid cao hơn trong khẩu phần HI, HII và HS được cho là do hàm lượng lipid cao ở H. pluvialis, 20%.
2.2. Thí nghiệm nuôi tôm và sắc tố
Hậu ấu trùng tôm Sú Nhật Bản (M. japonicus) 6 ngày tuổi được nuôi trong bể 20 tấn trong 2 tháng cho đến khi chúng đạt trọng lượng trung bình 0,4 g. Sau đó chúng được thả vào 24 bể ngoài trời với mật độ 40 con/bể. Bể có màu đen, nhựa và tròn (200-l, 65 cm D65 cm H). Để loại bỏ sự cản trở có thể xảy ra do tôm ăn phải các sắc tố có trong tảo, không chỉ nước sử dụng cũng được lọc qua màn lọc 1-Am và khử trùng bằng tia cực tím để loại bỏ hầu hết tảo phù du nhưng các bể cũng được che phủ bằng vải nhựa màu đen để tránh sự phát triển của tảo. Đáy bể được phủ một lớp cát bãi biển dày 3 cm để thích ứng với hành vi đào hang của tôm kuruma. Trong 2 tuần đầu nuôi, tất cả tôm đều được cho ăn khẩu phần đối chứng để ổn định sắc tố cơ thể. Một mẫu ngẫu nhiên gồm 3 con tôm từ mỗi bể được thu thập để xác định trọng lượng ban đầu và phân tích astaxanthin trong cơ thể. Nồng độ astaxanthin ban đầu trung bình trong cơ sở trọng lượng khô lần lượt là 161±32 mg/kg và 257±48 mg/kg đối với thịt và vỏ. Sau đó, trong chín tuần, các khẩu phần thử nghiệm được cho ăn với 3 bể được phân ngẫu nhiên cho mỗi nghiệm thức. Tôm được cho ăn với tỷ lệ sinh khối 5% trong mỗi bể/ngày, chia làm 2 lần cho ăn lúc 09:00 và 18:00 h. Sinh khối được ước tính dựa trên dữ liệu từ việc thu thập tất cả tôm hàng tuần và ghi chép về tỷ lệ tử vong hàng ngày. Sục khí được cung cấp mọi lúc. Các mảnh vụn ở đáy bể, bao gồm cả thức ăn thừa, được loại bỏ bằng xi phông hàng ngày và khoảng một phần ba lượng nước được thay thế hàng ngày để duy trì chất lượng nước và trầm tích thích hợp. Điều kiện nước thí nghiệm là nhiệt độ 19–25o C, độ mặn 32–33‰, pH 8,2–8,3 và oxy hòa tan (DO) 5–7 m/L. Độ mặn được đo bằng khúc xạ kế cầm tay (S/mill-E, ATAGO, Nhật Bản), độ pH bằng máy đo pH (S30, MTANA, Schwerzenbach, Thụy Sĩ) và DO bằng máy đo DO (YSI Model 59, Yellow Spring, Ohio, HOA KỲ). Vào cuối thời gian nuôi 9 tuần, 2 con tôm được lấy mẫu ngẫu nhiên từ mỗi bể và đông lạnh ngay lập tức trong tủ lạnh 70°C để phân tích astaxanthin trong cơ thể chúng.
2.3. Thí nghiệm căng thẳng oxy hòa tan thấp
Thí nghiệm này được thực hiện để tìm hiểu xem sự khác biệt về hàm lượng astaxanthin trong cơ thể thông qua việc bổ sung chế độ ăn có thể ảnh hưởng đến thời gian sống và tốc độ tiêu thụ oxy (oxy tiêu thụ trên một đơn vị trọng lượng động vật trên một đơn vị thời gian) của tôm trong điều kiện oxy hòa tan (DO) thấp. Khi hoàn thành thí nghiệm trước, tôm được cho ăn bằng chế độ ăn thử nghiệm và đối chứng trong 2 tuần nữa. Bốn con tôm được lấy mẫu ngẫu nhiên từ mỗi bể. Hai trong số chúng ngay lập tức được bảo quản đông lạnh để phân tích astaxanthin trong cơ thể. Hai loại còn lại được sử dụng trong bài kiểm tra áp suất DO thấp. Mỗi con tôm lần đầu tiên được thích nghi trong nước biển bão hòa oxy (nhiệt độ 25o C, độ mặn 32‰, pH 8,3, DO 4,8 mg/L, tổng amoniac-N 0,04 m/L) trong tối thiểu 4 giờ trong thùng 4-l . Một chai 300 ml chứa đầy nước biển có chất lượng tương tự được loại bỏ oxy bằng khí nitơ sủi bọt cho đến khi DO nhỏ hơn 0,5 mg/L
Sau đó, một con tôm được cho vào chai này và đậy nắp thật chặt. Tôm được coi là chết khi mang không có chuyển động. Thời gian sống sót đã được ghi lại. DO trong mỗi chai được xác định khi tôm được cho vào chai và thời điểm tôm chết. Hô hấp nền không được đo và được coi là không đáng kể so với hô hấp của tôm vì nước biển được sử dụng trong nghiên cứu này được lọc qua màn hình 1-µm và khử trùng bằng tia cực tím.
2.4. Phân tích carotenoid và astaxanthin
Hàm lượng carotenoid của tảo H. pluvialis và S. pacifica đã được phân tích. Các mẫu được đồng nhất hóa trong máy xay Waring trong 5 phút dưới nitơ trong bóng tối và được chiết bằng axeton cho đến khi không thu được thêm sắc tố. Dịch chiết được lọc chân không qua giấy lọc (5C, Toyo Roshi, Tokyo). Sau đó, n-hexane được thêm vào và sắc tố được chuyển sang epiphase bằng cách thêm nước cất. Epiphase được rửa nhiều lần để loại bỏ axeton; nước được loại bỏ bằng cách thêm 5–10 g Na2SO4 trên 100 ml (Simpson và cộng sự, 1985; Chien và Jeng, 1992). Thể tích của dung dịch được ghi lại và nồng độ carotenoid được đo bằng máy quang phổ ở độ hấp thụ 470 nm [E(1%, 1 cm)=2115] (Simpson et al., 1985).
Các mẫu tôm được cân và mổ xẻ thành vỏ (bao gồm mai, telson và uropod) và thịt (bao gồm cả nội tạng). Các phần được mổ xẻ được cân, đông khô và cân lại để xác định độ ẩm. Sau đó, mẫu khô được nghiền bằng cối sứ và chày rồi cho vào ống ly tâm polypropylen 50 ml. Sau đó, 20 ml axeton (0,05% butylat hydroxytoluene, BHT) được thêm vào làm dung môi (Schwartz và Patroni-Killam, 1985; Barimalaa và Gordon, 1988), và hỗn hợp được đồng nhất hóa (Polytron PT-MR-3000) ở tốc độ 8000 vòng/phút. trong 1 phút. Nội dung của mỗi ống được ly tâm (Hitachi 18 PR-52) dưới 4 8C ở mức 12.700 ´ g trong 15 phút. Các viên được tạo huyền phù lại và ly tâm với 20 ml axeton bổ sung cho đến khi dịch chiết axeton trong suốt. Dịch chiết axeton gộp lại được chuyển sang phễu tách 250 ml, được phân chia bằng 30 ml n-hexan, được rửa ba lần bằng NaCl 10% để loại bỏ axeton dư. Thể tích dịch chiết được giảm xuống 10 ml bằng thiết bị bay hơi quay (Rotavapor-R114 Waterbath-B480, Buˆchi, Thụy Sĩ) và sau đó lọc qua bộ lọc Millipore 0,2-Am và bảo quản trong ba lọ 4 ml màu nâu. Astaxanthin được phân tích bằng sắc ký lỏng hiệu năng cao (HPLC), sử dụng bơm Hitachi L-6200, cột silica (cột Lichrosorb Si-60 5 micro 2504,6 mm ID, E. Merck Company), Hitachi L-4250 UV-VIS máy dò ở bước sóng 470 nm và máy tích hợp sắc ký Hitachi D-2000. Các điều kiện hoạt động là: pha động, 14% axeton trong nhexan; tốc độ dòng dung môi, 1,5 ml/phút; thể tích tiêm, 100 µl; và chương trình bơm, trình tự là 0–20 phút Hỗn hợp A (acetone:n-hexane, 14:86) và 20,5–40 phút Hỗn hợp B (100% n-heptane). . Hệ thống này được điều khiển bởi hệ thống dữ liệu sắc ký (Scientific Information Services Corporation), hệ thống này cũng tích hợp các vùng dưới pic. Chất chuẩn là astaxanthin tinh khiết về mặt sắc ký (Hoffman La Roche Ltd., Basel, Thụy Sĩ).
2.5. Phân tích thống kê
ANOVA một chiều được sử dụng để kiểm tra tầm quan trọng của tác dụng điều trị tổng thể đối với tỷ lệ sống, tăng trọng và astaxanthin trong cơ thể của tôm nuôi trong 9 tuần và thời gian sống, tốc độ tiêu thụ oxy,
và astaxanthin trong cơ thể tôm được sử dụng trong thí nghiệm stress DO thấp. Các thử nghiệm đa phạm vi (DMRT) của Duncan đã được thực hiện để so sánh ghép nối hoặc so sánh riêng lẻ (một đối một). Ngoài DMRT, 7 độ tương phản trực giao đã được tiến hành để so sánh hệ thống hoặc nhóm (setto-set): (1) Không bổ sung sắc tố (C) so với bổ sung sắc tố (AI, HI, SI, AII, HII, SII và HS); (2) Bổ sung: 50 mg/kg (AI, HI, SI) so với 100 mg/kg (AII, HII, SII và HS);
(3) Bổ sung ở mức 50 mg/kg
: sắc tố tự nhiên (HI và SI) so với sắc tố tổng hợp (AI); (4) Tự nhiên: H.
pluvialis (HI) so với S. pacifica (SI); (5) Bổ sung ở mức 100 mg/kg
: sắc tố tự nhiên (HII, SII và HS ) so với sắc tố tổng hợp (AII); (6) Tự nhiên: tảo đơn (HII và SII) so với hỗn hợp (HS); và (7) Đơn loài: H. pluvialis (HII) so với S. pacifica (SII). Các phân tích hồi quy tuyến tính được sử dụng trên dữ liệu từ thí nghiệm áp suất DO thấp để xác định mối quan hệ giữa thời gian sống sót hoặc tốc độ tiêu thụ oxy và hàm lượng astaxanthin trong các mẫu vỏ và thịt. Phần mềm SAS phiên bản 6.12 (SAS Institute, Inc., Cary, North Carolina, USA) đã được sử dụng để phân tích thống kê.
3. Kết quả
3.1. Tỷ lệ sống và tăng cân
Sau 9 tuần nuôi, tỷ lệ sống của tôm được cho ăn C thấp hơn đáng kể (pQ0,05) so với tôm được cho ăn bằng các chế độ ăn khác (Bảng 2). Khi so sánh chung bằng độ tương phản trực giao (Bảng 3), tỷ lệ sống trung bình của tôm được nuôi bằng C (37%) thấp hơn đáng kể so với tôm được nuôi bằng các chế độ ăn thử nghiệm khác (54%). Không có sự khác biệt đáng kể về tỷ lệ tăng trọng ở tất cả các tôm được so sánh riêng lẻ hoặc tập thể (Bảng 2 và 3).
3.2. Hàm lượng astaxanthin trong cơ thể
Sau 9 tuần nuôi, astaxanthin trong thịt tôm được cho ăn C thấp hơn đáng kể so với tôm được cho ăn các chế độ ăn thử nghiệm khác, ngoại trừ tôm được cho ăn chế độ ăn SI (Bảng 2). Astaxanthin thịt trong tôm được nuôi bằng SI ít hơn tôm được cho ăn bằng HII-, AII- và HS nhưng không khác biệt so với tôm được cho ăn bằng SII. Khi so sánh chung (Bảng 3), tôm được nuôi bằng C có lượng astaxanthin trong thịt ít hơn 66,4% so với lượng astaxanthin trong thịt trung bình của các loại tôm được cho ăn chế độ ăn khác. Astaxanthin trong thịt trung bình của tôm được cho ăn khẩu phần astaxanthin 50 mg/kg (AI, HI và SI) thấp hơn 31,1% so với tôm được cho ăn 100 mg/kg (AII, HII, SII và HS). Không có sự khác biệt đáng kể nào được tìm thấy trong các độ tương phản trực giao khác.
Hàm lượng astaxanthin trong vỏ của tôm được cho ăn C thấp hơn hàm lượng astaxanthin trong vỏ của tôm được cho ăn các chế độ ăn thử nghiệm khác. Tôm được cho ăn bằng SI và HI có astaxanthin vỏ thấp hơn so với tôm được cho ăn bằng AII và HS. Không có sự khác biệt về hàm lượng astaxanthin trong vỏ giữa tôm được cho ăn SI-, HI- và AI. Khi so sánh chung (Bảng 3), tôm được nuôi bằng C có hàm lượng astaxanthin trên vỏ ít hơn 75,5% so với hàm lượng astaxanthin trên vỏ trung bình của tôm được nuôi bằng các chế độ ăn thử nghiệm khác. Hàm lượng astaxanthin trong vỏ trung bình của tôm được cho ăn bổ sung astaxanthin 50 mg/kg (AI, HI và SI) thấp hơn 29,6% so với tôm được cho ăn chế độ ăn bổ sung 100 mg/kg (AII, HII, SII và HS). Không có sự khác biệt đáng kể nào được tìm thấy trong các độ tương phản trực giao khác.
3.3. Căng thẳng oxy hòa tan thấp
Khi chịu áp lực oxy hòa tan thấp, tôm Cfed có tỷ lệ tiêu thụ oxy (OCR) cao hơn và thời gian sống ngắn hơn so với tôm được cho ăn các chế độ ăn thử nghiệm khác (Bảng 4 và 5). Không có sự khác biệt đáng kể nào được tìm thấy trong các so sánh cá nhân hoặc tập thể khác.
4.Thảo luận
4.1. Hàm lượng astaxanthin trong cơ thể
Sự gia tăng kích thước của động vật, do tăng trưởng, làm loãng nồng độ carotenoid khi trọng lượng và diện tích bề mặt tăng nhanh hơn tốc độ hấp thu carotenoid (Meyers và Latscha, 1997). Hiệu ứng pha loãng này được quan sát thấy trong quá trình phát triển từ buồng trứng đến động vật nguyên sinh I của Penaeus semiculcatus (Dall, 1995), trong quá trình phát triển ấu trùng (Mantiri et al., 1995) và ở giai đoạn đầu hậu ấu trùng (giai đoạn IV) (McKay, 1987) của tôm hùm châu Âu Homarus gamarus, cũng như ở cá con (Pan và cộng sự, 1999) và P. monodon trưởng thành (Mensaveta và cộng sự, 1993). Giả sử không có carotenoid trong chế độ ăn để hấp thu thì hệ số pha loãng sẽ là hàm nghịch đảo của tỷ lệ giữa trọng lượng cuối cùng và trọng lượng ban đầu hoặc diện tích bề mặt. Trong nghiên cứu này, tôm được nuôi bằng C có mức tăng trọng là 281%. Hệ số pha loãng carotenoid trong cơ thể sẽ là 26% (1/(100%+281%)), có thể được coi là khá gần với tỷ lệ giữa astaxanthin trong thịt cuối cùng và thịt ban đầu (34%) nếu carotenoid hiện có trong chế độ ăn C (3.2 mg/kg) được đồng hóa một cách hiệu quả.
Ngay cả khi carotenoid được bổ sung trong chế độ ăn uống, sắc tố ban đầu của cơ thể vẫn khó duy trì. Ở P.monodon, mặc dù bổ sung astaxanthin vào khẩu phần ở mức 50 mg/kg (Mensaveta và cộng sự, 1993) hoặc 80 mg/kg (Pan và cộng sự, 2001, 2003a), astaxanthin trong cơ thể vẫn giảm. Trong nghiên cứu này, miễn là tôm được cho ăn chế độ ăn bổ sung carotenoid, 50 hoặc 100 mg/kg, astaxanthin ở vỏ cuối cùng của chúng đã tăng lên, dao động từ 30% đến 137%. Tuy nhiên, hàm lượng astaxanthin trong thịt không tăng đối với tôm được cho ăn khẩu phần bổ sung 50 mg/kg carotenoid, nhưng lại tăng 8–24% ở tôm được cho ăn khẩu phần bổ sung 100 mg/kg carotenoid. Do đó, mức độ yêu cầu của carotenoid trong chế độ ăn uống để duy trì astaxanthin trong cơ thể thay đổi tùy theo mô mục tiêu. So sánh mức tăng astaxanthin trong vỏ (190%) so với astaxanthin trong thịt (90%), có thể thấy rằng sự lắng đọng astaxanthin trong vỏ nhạy cảm hơn trong thịt khi bổ sung carotenoid trong khẩu phần ăn. Người ta kỳ vọng rằng tôm được nuôi bằng astaxanthin tổng hợp (cho ăn A) sẽ có sắc tố tốt hơn so với tôm được nuôi bằng nguồn tự nhiên (cho ăn H và S) ở cả hai mức bổ sung carotenoid vì nguồn sắc tố trong chế độ ăn A có thể lắng đọng sắc tố cao hơn hiệu quả hơn so với chế độ ăn H và S.
Carophyll Pink trong chế độ ăn A, chứa hầu hết astaxanthin tự do, có thể tích tụ trực tiếp trong mô của tôm kuruma (Yamada et al., 1990). Tuy nhiên, trong Hdiet, H. pluvialis chứa dạng carotenoid phức tạp ngoài astaxanthin được ester hóa, bao gồm canthaxanthin, h-carotene, lutein và echinenone (Czygan, 1968; Choubert và Heinrich, 1993). Những carotenoid này cần trải qua một số quá trình chuyển đổi sinh tổng hợp thành astaxanthin (Simpson, 1982) trước khi lắng đọng trong mô tôm. Trong chế độ ăn S, S. pacifica chứa chủ yếu zeaxanthin và h-carotene (Soejima và cộng sự, 1980; Liao và cộng sự, 1993), cũng cần chuyển đổi sinh tổng hợp trước khi lắng đọng. Sự chuyển đổi làm cho sắc tố của các carotenoid trung gian trong tảo chậm hơn so với sự lắng đọng trực tiếp của astaxanthin tổng hợp. Người ta đã phát hiện ra rằng astaxanthin không được este hóa là sắc tố hiệu quả nhất để tăng cường sắc tố ở tôm he (Chien và Jeng, 1992; Negre-Sadargues và cộng sự, 1993; Mensaveta và cộng sự, 1993). Shahidi và cộng sự. (1998) kết luận rằng sắc tố của giáp xác có thể đạt được hiệu quả hơn khi các chất trung gian sinh tổng hợp của những chất có cấu trúc gần với dạng dự trữ của sắc tố được cung cấp trong chế độ ăn của chúng.
Ở cá hồi, astaxanthin được ester hóa được phát hiện là lắng đọng kém hiệu quả hơn so với astaxanthin không được este hóa (Storebakken và cộng sự, 1987). Choubert và Heinrich (1993) chỉ ra rằng sự phân cắt của este astaxanthin có thể là một bước hạn chế đối với sắc tố, dẫn đến khả năng lưu giữ carotenoid ở cá hồi vân thấp hơn bởi H. pluvialis so với astaxanthin tổng hợp (Sommer và cộng sự, 1991). Hơn nữa, thành tế bào dày của tảo có thể cản trở khả năng tiêu hóa và do đó cản trở sự hấp thụ các sắc tố của cá (Johnson và An, 1991). Sắc tố của cá hồi vân được nuôi bằng các tế bào bị phá vỡ (thành tế bào bị nứt) của H. pluvialis tốt hơn so với cá hồi vân được cho ăn khẩu phần có chứa các tế bào nguyên vẹn từ H. pluvialis (Sommer và cộng sự, 1991).
Kết quả tương tự đạt được khi nấm men Phaffia rhodozyma bị gián đoạn và không bị gián đoạn được cho cá hồi Đại Tây Dương ăn (Tangeraas và cộng sự, 1989). Gouveia và cộng sự. (2003) cho rằng hiệu quả nhuộm màu cá cảnh Cyprinus carpio và Carassius auratus bằng Chlorella Vulgaris (có màng tế bào mỏng) tốt hơn so với H. pluvialis (có thành nang dày) do khả năng tiêu hóa cao của cá cảnh. Tuy nhiên, trong nghiên cứu này, kết quả lại không như mong đợi. Không có sự khác biệt về vỏ và thịt astaxanthin được quan sát thấy ở tôm được cho ăn A, H và S.
Điều này trước hết có thể là do thời gian đủ để chuyển đổi carotenoid không kết thúc ở H. pluvialis và S. pacifica thành carotenoids cuối kỳ hoặc dạng dự trữ. Ở giáp xác, các carotenoid dạng dự trữ là astaxanthin tự do, astaxanthin được este hóa và carotenoprotein (Castillo và cộng sự, 1982; Meyers và Latscha, 1997). Ví dụ, zeaxanthin, một trong những carotenoid chính trong Spirulina sp., có thể được chuyển đổi nhanh chóng thông qua 4-ketozeaxanthin thành astaxanthin trong P. monodon (Liao et al., 1993). Mặc dù hiệu quả tạo sắc tố ở động vật giáp xác chủ yếu liên quan đến mức độ gần nhau của carotenoid trong chế độ ăn với astaxanthin trong quá trình trao đổi chất tổng hợp, nhưng thời gian cần thiết cho mỗi (bước) chuyển đổi chưa bao giờ được thiết lập hoặc ghi lại.
Thứ hai, astaxanthin được este hóa có thể được tích tụ trong mô của động vật giáp xác một cách hiệu quả như astaxanthin không được este hóa. Điều này được chứng minh bằng sự thống trị của astaxanthin được ester hóa trong mô biểu bì, cũng như của các carotenoprotein và carotenolipoprotein phức tạp trong bộ xương ngoài (Milicua và cộng sự, 1990; Meyers và Latscha, 1997).
Thứ ba, khả năng tiêu hóa của thành tế bào tảo có thể không có tác động bất lợi đáng kể ở động vật giáp xác như ở cá hồi (Sommer et al., 1991, 1992; Choubert và Heinrich, 1993), cá tráp vàng (Gouveia et al., 2002; Gomes et al. , 2002) và cá cảnh (Gouveia et al., 2003). Tảo là một phần trong chế độ ăn tự nhiên của động vật giáp xác và là nguồn dinh dưỡng chính trong giai đoạn ấu trùng (Smith et al., 1993). Cuối cùng, hàm lượng axit béo không bão hòa cao của H. pluvialis và S. pacifica có thể thuận lợi cho việc hấp thụ carotenoids. Carotenoid là các sắc tố hòa tan trong chất béo (Fox và Vevers, 1960), do đó sự hấp thụ và chuyển hóa của chúng cũng có thể liên quan đến lipid. Người ta quan sát thấy rằng quá trình sinh tổng hợp hoặc lắng đọng carotenoid có thể bị ảnh hưởng bất lợi do dinh dưỡng lipid kém (Meyers và Latscha, 1997). Ở giáp xác, các carotenoid không ester hóa và ester hóa có thể tích tụ dưới dạng phân tán lipid trong các tế bào sắc tố (Fingerman, 1965), liên kết với chitin trong mai (Ghidalia, 1985). Các nghiên cứu cho rằng axit eicosapentaenoic (EPA) và axit docosahexaenoic (DHA) là các axit béo chính được ester hóa với các phần astaxanthin liên kết với chitin trong mai tôm (Meyers và Latscha, 1997). Tất cả các yếu tố nêu trên có thể đã gây ra sự phức tạp và biến đổi về sắc tố và làm cho sự khác biệt về vỏ và thịt astaxanthin giữa tôm được cho ăn A, H và S là không đáng kể.
4.2. Khả năng sống sót và tăng cân
Tỷ lệ sống của tôm được nuôi bằng C thấp hơn so với tôm được cho ăn có sắc tố chứng tỏ rằng 3,2 mg/kg 1 khẩu phần carotenoid là không đủ để duy trì sự sống của tôm. Tỷ lệ sống tương tự giữa tôm được cho ăn chế độ ăn có sắc tố ở các nồng độ khác nhau cho thấy rằng bổ sung carotenoid ở mức 100 mg kg/kg không có thêm lợi ích nào đối với tỷ lệ sống của tôm so với 50 mg/kg.
Yamada và cộng sự. (1990) cũng báo cáo rằng M. japonicus được nuôi bằng chế độ ăn có bổ sung astaxanthin (50~400 mg/kg) có tỷ lệ sống cao hơn so với những con được nuôi bằng chế độ ăn đối chứng. Chiến và Jeng (1992) cũng tìm thấy mối tương quan tích cực giữa tỷ lệ sống và nồng độ sắc tố tối ưu trong mô tôm và cho rằng sắc tố có thể đóng vai trò trong việc cải thiện tỷ lệ sống của tôm. Borderner và cộng sự. (1986) mặt khác chỉ ra rằng bất kể nồng độ, miễn là carotenoid được bổ sung trong chế độ ăn thì tỷ lệ sống của giáp xác sẽ không bị ảnh hưởng. Nhìn chung, không có tác động tích cực nào được quan sát thấy đối với sự tăng trưởng của tôm he được nuôi bằng chế độ ăn bổ sung carotenoid (Yamada và cộng sự, 1990; Chien và Jeng, 1992; Negre-Sadargues và cộng sự, 1993; Liao và cộng sự, 1993; Mensaveta và cộng sự cộng sự, 1993; Pan và cộng sự, 2001). Một kết quả tương tự đã thu được trong nghiên cứu này. Trong nghiên cứu của Thongrod et al. (1995), tuy nhiên, sự gia tăng tăng trưởng đã được quan sát thấy ở P. monodon được cho ăn với mức tăng dần (5 ~ 300 mg /kg) trong 30 ngày. Petit và cộng sự. (1997) cũng phát hiện ra rằng astaxanthin trong khẩu phần đã cải thiện tốc độ tăng trưởng và rút ngắn chu kỳ lột xác của M. japonicus postlarvae trong thời gian nuôi 20 ngày.
4.3. Ứng suất DO thấp
Tôm được nuôi bằng C không chỉ có khả năng chống chọi kém với stress DO thấp mà còn tiêu thụ nhiều oxy hơn trong điều kiện của chúng tôi so với tôm được nuôi bằng chế độ ăn bổ sung carotenoid. Kết quả tương tự đã được báo cáo bởi Chiến et al. (1999) trên cá P. monodon non được cho ăn với chế độ ăn không bổ sung astaxanthin so với những con được cho ăn 360 mg kg 1 astaxanthin trong 1 tuần. Khả năng các carotenoid chứa oxy như astaxanthin và lutein (Soin, 1954; Czeczuga, 1979), trong đó oxy được gắn ở trung tâm của chuỗi hydrocarbon (Karnaukhov, 1979), có thể hoạt động như một nguồn dự trữ oxy nội bào cho quá trình hô hấp trong cơ thể. trứng cá hồi chịu áp lực oxy đã được công nhận (Craik, 1985).
Lượng oxy dự trữ nội bào như vậy (Ghidalia, 1985; Latscha, 1990; Oshima và cộng sự, 1993) hoặc chất nhận điện tử tương đương của nó (Ghidalia, 1985) cũng có thể cho phép loài giáp xác tồn tại trong điều kiện thiếu oxy phổ biến trong môi trường nuôi ao (Chien và Jeng, 1992). Hàm lượng astaxanthin cao trong tôm kuruma, khoảng 90% tổng sắc tố của nó (Ishikawa và cộng sự, 1966), có thể góp phần giúp tôm có khả năng chịu đựng DO thấp và nhu cầu oxy thấp hơn. Điều này được chứng minh bằng thực tế rằng tôm kuruma là một trong số ít loài tôm he có thể được vận chuyển sống mà không cần nước và thực tế là vào ban ngày, chúng đào hang trong lớp trầm tích thường ở tình trạng thiếu oxy (Bailey-Brock và Moss, 1992).
Ngoài việc hoạt động trong việc vận chuyển canxi qua màng và đóng vai trò là nơi dự trữ oxy trong chuỗi hô hấp thần kinh, carotenoid còn bảo vệ các mô nhạy cảm và các hợp chất phản ứng khỏi bị hư hại do quá trình oxy hóa (Oshima và cộng sự, 1993). Đã có một số báo cáo cho thấy astaxanthin có chức năng như một chất chống oxy hóa mạnh cho tôm chống lại các tác nhân vật lý (Darachai và cộng sự, 1998; Mercie và cộng sự, 1998; Chien và cộng sự, 2003), hóa học (Pan và cộng sự, 2003a), và căng thẳng bệnh lý (Merchie và cộng sự, 1998; Pan và cộng sự, 2003b).
Yew-Hu Chien, Wen-Chung Shiau